YIKE安徽医科大学学报Acta Universitatis Medicinalis AnhuiActa Universitatis Medicinalis Anhui安徽医科大学学报1000-149234-1065/RAnhui Lianzhong Printing Limited CompanyEditorial Board of Acta Universitatis Medi-cinalis Anhui Meishan Road , Hefei 230032《安徽医科大学学报》编辑部安徽省合肥市安徽医科大学校内老图书馆三楼1000–1492（2026）04–0653–0910.19405/j.cnki.issn1000–1492.2026.04.0092 T537 贾 方 R543.1+2A基础医学研究AMPK活化在红景天苷改善动脉粥样硬化小鼠模型内皮祖细胞功能中的作用Salidroside exerts cytoprotective effects on bone endothelial progenitor cells via the AMPK pathway in atherosclerotic mouse model贾方JiaFang王梦非WangMengfei费思凡FeiSifan徐加怡XuJiayi俞天虹YuTianhong朱琳ZhuLin周敏ZhouMin苏州大学附属第三医院心内科，常州 213003Dept of Cardiology， The Third Affiliated Hospital of Soochow University， Changzhou　213003Zhou Min， E-mail： vickychow1983@163.com

贾 方，女，博士，主任医师

周 敏，女，硕士，副主任医师，通信作者，E-mail：vickychow1983@163.com

090220262304202661415653661653-661 22012026目的

探讨腺苷酸激活蛋白激酶（AMPK）活化在红景天苷（SAL）改善动脉粥样硬化（As）小鼠模型功能受损的内皮祖细胞（EPCs）生物活性中的作用。

方法

通过高脂饮食喂养ApoE-/-小鼠建立As模型，观察SAL灌胃对主动脉斑块负荷和血清一氧化氮（NO）水平的影响；分离培养骨髓来源EPCs（BM-EPCs），观察SAL体内外干预后，EPCs增殖、迁移、血管生成能力的改变；使用AMPK慢病毒干扰载体 （AMPK-sh-RNA） 或AMPK抑制剂Compound C干预体外培养的As模型小鼠骨髓来源EPCs，观察AMPK在SAL调节EPCs生物活性中的作用。

结果

SAL组小鼠血清NO水平较As组升高；SAL干预组主动脉根部斑块相比As组减少，脂核较小；As模型小鼠EPCs的迁移和血管生成数量较对照小鼠下降，SAL组EPCs迁移及体外血管生成数量较As组上升；体外试验显示经20、40和80 μmol/L的SAL孵育48 h后EPCs的增殖、迁移和血管生成能力提升，AMPK-sh-RNA感染抑制了20 μmol/L SAL改善EPCs生物活性的作用；Western blot结果显示Compound C抑制了SAL诱导的AMPK/Akt/eNOS活化。

结论

红景天苷通过AMPK/Akt/eNOS信号通路上调EPCs的生物活性，改善As病理进程中的EPCs功能损伤。

Objective

To investigate the effects of salidroside （SAL） on the impaired bioactivity of endothelial progenitor cells （EPCs） in atherosclerotic （As） mice and the potential mechanisms regarding AMP-activated protein kinase （AMPK）.

Methods

Atherosclerosis was induced in 8-week-old male ApoE-/- mice with high-fat diet. Intragastric administration of SAL was given to one mice group to investigate the effects of SAL on aortic plaque burden， plasma NO level， the migration and angiogenic capabilities of bone marrow-derived EPCs （BM-EPCs）. The proliferation， migration and vasculogenic properties of EPCs isolated from As mice were investigated in vitro. AMPK-sh-RNA or the AMPK inhibitor Compound C was used to investigate the role of AMPK/Akt/eNOS pathway in the regulatory effects of SAL.

Results

Compared with As group， NO level was significantly elevated in SAL group. The sizes of atherosclerotic plaques at the aortic root were reduced with smaller lipid cores in SAL group compared with As group. Moreover， the migration and angiogenesis capacity of EPCs markedly decreased in As mice， while SAL treatment reversed these impairments. Incubation with SAL at concentrations of 20， 40， and 80 μmol/L for 48 hours significantly promoted the proliferation， migration， and angiogenesis of EPCs. AMPK-sh-RNA transfection abrogated the 20 μmol/L SAL improvement in EPC biological activities. Western blot analysis further demonstrated that treatment with Compound C blocked the activation of AMPK/Akt/eNOS signaling pathway induced by SAL.

Conclusion

SAL upregulates the biological functions of EPCs through activating the AMPK/Akt/eNOS signaling pathway， thereby ameliorating EPC dysfunction during the pathological progression of atherosclerosis.

红景天苷内皮祖细胞腺苷酸激活蛋白激酶动脉粥样硬化内皮型一氧化氮合酶AMPK/Akt/eNOS信号通路salidrosideendothelial progenitor cellsAMP-activated protein kinaseatherosclerosiseNOSAMPK/Akt/eNOS pathway国家自然科学基金项目81300220常州市卫健委重大科技项目ZD202212常州市卫生健康人才国内外研修资助项目GN2023006苏州工业园区东方华夏心血管健康研究院-天然调脂药物循证科研基金项目2023-CCA-NLD-431常州市第四周期医学重点学科项目CZXK202202国家自然科学基金项目（编号：81300220）；常州市卫健委重大科技项目（编号：ZD202212）；常州市卫生健康人才国内外研修资助项目（编号：GN2023006）；苏州工业园区东方华夏心血管健康研究院-天然调脂药物循证科研基金项目（编号：2023-CCA-NLD-431）；常州市第四周期医学重点学科项目（编号：CZXK202202）Fund programs National Natural Science Foundation of China81300220Major Science and Technology Program of Changzhou Health CommissionZD202212Domestic and International Training Support Program for Health Talent of ChangzhouGN2023006Chinese Cardiovascular Association-Natural Lipid-lowering Drugs Fund2023-CCA-NLD-431Changzhou Key Medical Discipline FundCZXK202202National Natural Science Foundation of China （No. 81300220）； Major Science and Technology Program of Changzhou Health Commission （No. ZD202212）； Domestic and International Training Support Program for Health Talent of Changzhou （No. GN2023006）； Chinese Cardiovascular Association-Natural Lipid-lowering Drugs Fund （No. 2023-CCA-NLD-431）； Changzhou Key Medical Discipline Fund （No. CZXK202202）version1.0.0.25071structure-time2026-05-28T11:37:22word-sourceFX

内皮祖细胞（endothelial progenitor cells， EPCs）在靶向治疗缺血性疾病、血管创伤愈合等过程中有着广阔的临床应用前景。然而，各种危险因素在造成内皮损伤、导致动脉粥样硬化（atherosclerotic， As）的同时，也损害了EPCs的数量和功能，EPCs数量和活性的降低加速了心血管疾病进程，降低了EPCs在As性疾病中的治疗应用［1］。

课题组前期研究［2］表明红景天苷（salidroside， SAL）可以抑制同型半胱氨酸诱导的内皮细胞内质网应激，而这种保护作用是通过腺苷酸激活蛋白激酶（AMP-activated protein kinase， AMPK）活化介导的［3］，SAL还可通过抗炎、增加一氧化氮（nitride oxide， NO）生成等多种方式改善内皮功能［4］，但SAL对EPCs尤其是功能受损的EPCs的调节及作用机制并不明确。上调AMPK/Akt/eNOS信号通路可以促进EPCs迁移和血管生成能力，改善功能受损EPCs的生物活性［5–6］。该实验研究SAL体内外干预对功能受损的As模型骨髓来源EPCs功能的影响，进一步探讨SAL是否通过AMPK/Akt/eNOS信号通路活化来拮抗EPCs生物活性的下降，深入了解SAL对EPCs功能和As血管损伤修复的调控机制。

材料与方法实验动物

100只SPF级8周龄雄性ApoE-/-小鼠，体质量20~22 g，购自卡文斯实验动物有限公司［生产许可证号：SCXK（苏）2021-0013］。小鼠饲养于动物实验中心，环境温度22~25 ℃，相对湿度50%~70%，自由进食和饮水。本研究已通过常州市第一人民医院伦理委员会科研项目伦理审查批准［批准号：（2023）科第103号］。

实验仪器及主要试剂

内皮细胞生长培养基（货号：CC-3162）购自美国Lonza公司；总NO检测试剂盒（货号：S0024）、CCK-8试剂盒（货号：C0037）购自上海碧云天公司；p-AMPK一抗（货号：2535）、p-Akt一抗（货号：4060）、β-actin一抗（货号：4970） 均购自美国Cell Signaling Technology公司；p-eNOS（货号：ab215717）购自英国Abcam公司；羊抗兔IgG-HRP（货号：BL003A）购自北京兰杰柯公司；Transwell小室（货号：3422）购自美国Costar公司；4 ℃离心机（型号：5415R）、PCR仪（型号：X226488N）均购自德国Eppendorf公司；超净工作台（型号：SW-CJ-1FD）购自苏州净化设备有限公司；CO2培养箱（型号：HERAcell 150i）购自美国Thermo Scientific公司；酶标仪（型号：RT-6000）购自深圳雷杜生命科学股份有限公司；光学显微镜及图像采集系统（型号：DM2500）购自德国Leica公司；生物倒置显微镜（型号：IX51）购自德国OLYMPUS。

分组及给药

36只ApoE-/-小鼠接受方案随机分成3组：① 对照组12只，使用普通饲料喂养；② As模型组（As组）12只，高脂饮食（常规小鼠饲料+21%脂肪+0.15%胆固醇）喂养；③ SAL干预组（SAL干预组）12只：使用高脂饲料+SAL［50 mg/（kg·d）］灌胃。实验周期为8周。高脂饮食喂养ApoE-/-小鼠建立As模型，8周后麻醉处理，取小鼠胫骨和腓骨骨髓进行后续EPCs的分离和培养，将小鼠骨髓来源EPCs（bone marrow-derived EPCs， BM-EPCs）按照不同处理分为对照组、As组（As小鼠BM-EPCs）、20 μmol/L SAL组（20 μmol/L SAL孵育As小鼠BM-EPCs 48 h）、AMPK-shRNA组（AMPK-shRNA感染As模型BM-EPCs后再加入20 μmol/L SAL处理）或Compound C组（10 μmol/L Compound C预处理30 min后再加入20 μmol/L SAL孵育处理As模型BM-EPCs）。

方法血脂及NO水平检测

小鼠处死前禁食12 h，摘眼球方式取血，采集的血液标本离心后收集血清，按试剂盒检测说明，分别检测血清胆固醇（total cholesterol， TC）、三酰甘油（triglyceride， TG）、低密度脂蛋白胆固醇（low-density lipoprotein-cholesterol， LDL-C）及 NO 水平。

主动脉分离及油红染色

将小鼠置于洁净操作台上，用眼科剪从腹部到胸部剪开，充分暴露胸腔，从心尖部注入生理盐水以清除血管内血液，灌注结束后暴露整条主动脉并清除血管周围的脂肪、结缔组织，连同心脏将整条主动脉取出，主动脉全长油红染色，观察血管壁斑块大小、数量。

HE和Masson染色

分离主动脉根部，将其放入4%多聚甲醛中固定过夜。常规脱水石蜡包埋后连续切片，进行HE染色和Masson染色以观察主动脉壁As斑块组成、纤维帽厚度等特征。

BM-EPCs的分离培养及鉴定

无菌条件下，取出双下肢胫骨和腓骨，用无菌PBS液反复冲洗骨髓腔，反复吹打获得单细胞悬液，然后将骨髓单细胞悬液缓慢滴加在淋巴细胞分离液上。以密度梯度离心法（2 000 r/min ×20 min）分离单个核细胞，滴管取出中间白色云雾状单个核细胞层，PBS洗涤后用EPC专用培养基重悬，接种于人纤维连接蛋白包被的6 cm培养皿中，37 ℃、5％CO2、湿度100％条件下培养7 d后，荧光检测DiI-acLDL与FITC-UEA-1双阳性细胞。

EPCs增殖活性的检测

在96孔板中接种EPCs细胞悬液（100 μL/孔），将培养板放在培养箱中预培养（37 ℃、5% CO2）；按实验分组处理细胞后向每孔加入10 μL CCK-8反应液；将培养板在培养箱内孵育2 h；用酶标仪测定在450 nm处的吸光度。

EPCs迁移能力检测

按实验分组处理并收集细胞，将含10％血清的培养基加入Transwell小室的下室，将2 ×105/mL EPCs悬浮在100 μL培养液中注入上室，培养24 h，刮去滤膜上面未移动细胞，用甲醛固定，Giemsa染色，随机选择3个显微镜视野计数。

EPCs血管形成试验

将Matrigel基质胶加入96孔板，按实验分组处理EPCs后收集细胞，调整细胞浓度为1.5×105/mL，接种于Matrigel胶上，于6 h后用倒置显微镜观察胶原表面形成小管样结构的情况，每孔随机取3个视野拍照。

AMPK-shRNA构建及验证

根据AMPKalpha1基因序列分别设计并合成shRNA寡聚单链DNA（表1）以及阴性对照，退火配对产生双链DNA oligo，再通过其两端所含酶切位点将其直接连入酶切后的RNA干扰慢病毒载体上，将连接产物转入制备好的细菌感受态细胞，对长出的单克隆菌落进行测序鉴定，将3组sh-RNA和阴性对照分别感染EPCs，72 h后提取各组细胞RNA，Real-time PCR检测结果显示，与negtive control组相比，序列AMPK-shRNA1感染效果最好，故后续实验选用AMPK-shRNA1来感染EPCs。

10.19405/j.cnki.issn1000–1492.2026.04.009.T001

shRNA oligo序列

shRNA oligo sequences
OligoSequence （5′-3′）
Primer-NC-TGATCTGTTCTCCGAACGTGTCACGTTTCAAGAGAACGTGACACGTTCGGAGAATTTTTTC
Primer-NC-BAATTGAAAAAATTCTCCGAACGTGTCACGTTCTCTTGAAACGTGACACGTTCGGAGAACA
Primer-T1GATCCGTTGTTGGATTTCCGTAGTATTCTCGAGAATACTACGGAAATCCAACAATTTTTT
Primer-B1AATTAAAAAATTGTTGGATTTCCGTAGTATTCTCGAGAATACTACGGAAATCCAACAACG
Primer-T2GATCCGAATCCTCATAGACCTTATTACTCGAGTAATAAGGTCTATGAGGATTCTTTTTT
Primer-B2AATTAAAAAAGAATCCTCATAGACCTTATTACTCGAGTAATAAGGTCTATGAGGATTCG
Primer-T3GATCCGACCATAAATTTACCATAAAGCTCGAGCTTTATGGTAAATTTATGGTCTTTTTT
Primer-B3AATTAAAAAAGACCATAAATTTACCATAAAGCTCGAGCTTTATGGTAAATTTATGGTCG
Western blot检测

根据试验分组处理EPCs后，收集细胞提取细胞总蛋白，BCA蛋白浓度测定试剂盒测蛋白浓度，配制分离胶、积层胶，上样后进行电泳，待样品走到下端后进行转膜，用含5%脱脂奶粉的TBS-T 4 ℃封闭1 h，一抗（p-AMPK、p-Akt、p-eNOS、β-actin， 1∶1 000稀释）分别4 ℃孵育过夜。TBS-T洗膜10 min共3遍，然后与二抗室温孵育1 h，常规洗膜，ECL显色系统X光片感光显影。采用ImageJ图像分析进行半定量分析。

统计学处理

使用SPSS 25.0软件进行分析，计量资料经正态性和方差齐性检验，若数据符合正态分布且方差齐，两独立样本均数比较采用ｔ检验；若数据不符合参数检验条件，则采用非参数秩和检验。P<0.05为差异有统计学意义。

结果各组小鼠血脂及NO水平比较

与对照组比较，As组小鼠的血清TC、LDL-C水平升高（P<0.05）；与As组比较，SAL干预组小鼠血清TC水平下降（P<0.05），LDL-C水平降低，但无显著统计学差异；血清TG水平在对照组、As组、SAL干预组小鼠之间差异无统计学意义。见图1A。As组小鼠血清NO水平低于对照组，但差异无统计学意义；SAL干预组小鼠血清NO水平较As组升高（P<0.05）。见图1B。

10.19405/j.cnki.issn1000–1492.2026.04.009.F001各组小鼠血清TC、TG、LDL-C及NO水平比较Comparison of serum levels of TC， TG， LDL-C，and NO of mice in different groups

A： Comparison of serum lipid profiles across the groups； B： Comparison of serum NO levels across the groups； *P<0.05 vs control group；#P<0.05 vs As group.

各组小鼠主动脉粥样斑块病理学观察

主动脉大体油红染色显示（图2A）：As组小鼠主动脉管腔内斑块占比高于对照组（31.1% vs 8.2%，P<0.05，图2B），大量脂质堆积于管壁，脂质斑块被染为红色；与As组相比，SAL组动脉斑块相对面积较小（22.7% vs 31.1%，P<0.05，图2B）。对主动脉根部切片进行HE和Masson染色的组织学分析显示（图2C），As组相比对照组主动脉根部粥样斑块体积更大，脂核更大，SAL干预组主动脉根部斑块相比As组减少，脂核较小（19.5% vs 28.8%，P<0.05）。

10.19405/j.cnki.issn1000–1492.2026.04.009.F002SAL对As模型小鼠动脉斑块的影响The effects of SAL on arterial plaques in As model mice

A： Oil Red O staining of the aortic plaques in the control group， As group， and SAL group ×10； B： Quantitative analysis of the relative area of aortic plaques stained by Oil Red O in the respective groups； C： HE and Masson staining of atherosclerotic lesions in the aortic root across the different groups ×100； *P<0.05 vs control group； #P<0.05 vs As group.

各组小鼠BM-EPCs活性比较

体外BM-EPC血管生成能力的分析显示（图3A）：与对照组相比，As组小鼠的EPCs形成的小管样结构数量下降；与As组相比，SAL干预组小鼠EPCs体外小管样结构数量提高（P<0.05）；采用Transwell小室检测各组小鼠EPCs的迁移能力，显微镜下计数迁移的细胞（图3B），As组小鼠BM-EPCs迁移数量较对照组下降，SAL干预组BM-EPCs迁移数量较As组上升（均P<0.05）。

10.19405/j.cnki.issn1000–1492.2026.04.009.F003各组小鼠BM-EPCs体外血管生成及迁移数量比较Comparison of <italic>in vitro</italic> angiogenesis and migration of BM-EPCs of mice in different groups

A： Comparison of tube-like structures formed by in vitro cultured EPCs from mice in each group， observed by Matrigel assay， along with the quantitative analysis ×100； B： Comparison of the number of migrating BM-EPCs from mice in each group ×200； a： control group； b： As group； c： SAL group； *P<0.05 vs control group；#P<0.05 vs As group.

SAL体外干预对As小鼠模型BM-EPCs活性的影响

分离培养As小鼠模型BM-EPCs，使用不同浓度SAL（0、5、10、20、40、80 μmol/L），采用3个时间点（24、48、72 h）分别进行干预。CCK-8检测结果显示（图4A）：SAL孵育24 h后不同浓度各组间吸光度值差异无统计学意义；经20、40和80 μmol/L的SAL孵育48 h后，各组吸光度值较对照组增加（P<0.01）；经10、20、40和80 μmol/L SAL孵育72 h后，各组吸光度值较对照组亦增加（P<0.05）；使用不同浓度SAL干预48 h，结果显示，20、40、80 μmol/L SAL处理组EPCs的迁移数量较0 μmol/L SAL组增加（P<0.05）。见图4B、4D。体外血管生成试验显示，与0 μmol/L SAL组相比，干预48 h后10、20、40、80 μmol/L SAL处理组EPCs的小管样结构数量增加（P<0.05）。见图4C、4E。

10.19405/j.cnki.issn1000–1492.2026.04.009.F004SAL对As模型小鼠BM-EPCs生物活性的影响The effects of SAL on bioactivity of BM-EPCs derived from As model mice

A： Cell proliferation was assessed using the CCK-8 assay， at three time points after the treatment with different concentrations of SAL； B，C： Comparison of the number of migrating， the in vitro vasculogenic capacity of BM-EPCs， 48 hours after the treatment with different concentrations of SAL； D： Microscopic observation of the migration ability of BM-EPC from mice in each group ×200； E： Microscopic visualization of tube-like structures formed by EPCs with different intervention methods ×100； *P<0.05， **P<0.01 vs 0 μmol/L SAL group at 48 hours； #P<0.05， ##P<0.01 vs 0 μmol/L SAL group at 72 hours.

AMPK-shRNA感染拮抗SAL调节BM-EPCs活性的作用

与As组相比，20 μmol/L SAL干预48 h后EPCs经CCK-8检测的吸光度值增加，镜下观察细胞迁移及小管样结构生成数量均增加（P<0.05），而AMPK-shRNA感染后EPCs的吸光度值、细胞迁移数量及小管样结构生成数量减少（P<0.05），说明AMPK-sh-RNA感染抑制了20 μmol/L SAL改善EPCs增殖、迁移和血管生成能力。见图5。

10.19405/j.cnki.issn1000–1492.2026.04.009.F005AMPK-shRNA感染后SAL对As模型来源BM-EPCs生物活性的影响The effects of SAL on the bioactivity of BM-EPCs derived from As model mice after the infection with AMPK shRNA

A： Comparisons of cell proliferation， migratory and in vitro vasculogenic capacity among groups； B： Representative microscopic images showing BM-EPC migration in each group ×200； C： Microscopic visualization of tube-like structures formed by EPCs with different intervention methods ×100； *P<0.05， **P<0.01 vs As group； #P<0.05 vs 20 μmol/L SAL group.

AMPK/Akt/eNOS信号通路参与SAL诱导的EPCs功能调节

将小鼠BM-EPCs按照不同处理分为对照组、As组、20 μmol/L SAL组、Compound C组进行比较。相比对照组，As组EPCs中p-AMPK、p-Akt、p-eNOS蛋白表达下降；相比于AS组，20 μmol/L SAL孵育48 h AMPK、Akt以及eNOS磷酸化增加 （P<0.05）；相比于20 μmol/L SAL组，Compound C预处理30 min后SAL诱导的EPCs中AMPK、Akt及eNOS磷酸化下调（图6），提示SAL通过AMPK/Akt/eNOS信号通路促进EPCs的生物活性。

10.19405/j.cnki.issn1000–1492.2026.04.009.F006SAL通过AMPK/Akt/eNOS信号通路对EPCs功能调节作用SAL regulated the function of EPCs <italic>via</italic> the AMPK/Akt/eNOS signaling pathway

*P<0.05 vs control group； #P<0.05 vs As group； &P<0.05 vs 20 μmol/L SAL group.

讨论

EPCs可以通过修复受损内皮、重建血管网络等途径改善内皮功能和心肌缺血。然而，众多心血管危险因素如年龄、吸烟、高血压、糖尿病，在造成内皮损伤、导致As的同时，也影响了EPCs的功能，降低EPCs的再生能力和治疗应用［7–8］。深入了解EPCs功能调节的机制、提高EPCs的生物学功能及靶向动员已成为防治动脉粥样硬化性心血管疾病（atherosclerotic cardiovascular disease， ASCVD）的重要策略。本研究通过高脂喂养ApoE-/-小鼠构建As模型，证实了As模型中BM-EPCs的生物学活性下降，SAL灌胃及体外孵育均可促进As模型BM-EPCs增殖、迁移以及成血管能力，SAL可上调BM-EPCs中p-AMPK、p-Akt和p-eNOS表达，AMPK抑制剂逆转了SAL对EPC生物活性的保护效应，使AMPK/Akt/eNOS磷酸化下调，表明SAL通过AMPK/Akt/eNOS信号通路改善EPCs生物活性。

众多临床前研究［9］报道了自体BM-EPCs通过血管新生和改善心脏功能来修复缺血心脏，同时减轻炎症、氧化应激、细胞凋亡等，但基于骨髓干细胞治疗心血管疾病患者的临床试验并未达到预期的临床结果，表明从患有多种合并症如糖尿病的病患获得的移植干细胞的功能可能受到损害［1］。As环境下的细胞衰老可能加速骨髓来源EPCs的消耗，既往研究［1］确定了低循环EPCs计数或活性与ASCVD进展之间的关系，将低EPCs水平作为不良心血管结局的相关生物标志物［10］。本研究建立As小鼠模型，分离培养BM-EPCs，亦发现其增殖、迁移、成血管能力的下降，改善在ASCVD、高血压和糖尿病血管并发症等疾病中EPCs受损的生物功能，提高其血管损伤修复能力，有助于预防、延迟和可能逆转As。

随着现代医学对EPCs认识的不断加深，中医药的作用逐渐被关注，天然药物由于副作用少、生物多样性广、多靶点干预的特点，被认为是具有心血管保护生物活性的先导化合物的来源，天然化合物在ASCVD和代谢性疾病的治疗中显示出巨大的前景［11］。SAL是红景天中发现的一种酚苷类物质，在所有红景天种类中都可以发现，可以商业化制备，SAL的作用包括增强免疫、减少炎症、防止缺氧、降低血糖水平和预防高原反应等［12］。目前已有研究［13］表明SAL可以抑制内质网应激和细胞凋亡减轻心脏缺血再灌注损伤。SAL还能通过多种信号通路和相关机制影响As，多靶点、多途径地发挥抗As的作用［4， 12］。本研究表明SAL能减少As模型小鼠动脉斑块负荷，增加血清NO水平，改善As中的内皮损伤，这与先前的动物研究结果相同，SAL改善了慢性间歇性缺氧ApoE-/-小鼠模型的内皮屏障损伤和As［14］。

SAL对EPCs尤其是功能受损的EPCs的调节及作用机制并不明确。该研究表明，SAL灌胃可改善As小鼠模型功能损伤的EPCs，可显著促进其增殖、迁移以及成血管能力。在本研究中使用的条件下，20、40、80 μmol/L SAL干预48 h显著促进了BM-EPCs的增殖、迁移和成血管能力。EPCs在血运重建部位的归巢和结合可能不仅取决于循环EPCs的数量，还取决于细胞的运动性和成血管能力。既往研究［15］表明，一些抗糖尿病药物可增加糖尿病患者外周血中EPCs的数量，促进EPCs的增殖、迁移和血管生成能力，上调NO水平，降低IL-6水平，从而改善2型糖尿病患者动脉血管的弹性。本试验证实SAL改善了As小鼠功能受损的EPCs生物活性的作用，提示SAL在ASCVD治疗领域的应用前景。

AMPK已成为心血管疾病的治疗靶点之一［16］，AMPK作为细胞能量传感器调节心脏系统的生物能量学和能量代谢，AMPK激活通过其降压、抑制活性氧产生和提高NO生物利用度的能力来预防心脏代谢疾病。课题组先前研究也发现AMPK激活可抑制同型半胱氨酸诱导的EPCs可溶性NO合酶下调和NADPH氧化酶4衍生的活性氧蓄积，改善EPCs的生物活性［5］。既往研究［17］提示AMPK和Akt激活在EPCs促血管生成活性中的重要性，AMPK/Akt通路参与了非诺贝特对EPCs功能的调节。此外，eNOS被认为是EPCs功能和动员的调节剂，AMPK和Akt的磷酸化可显著上调eNOS活化［6］。本研究发现SAL对EPCs生物活性的保护作用可被AMPK-shRNA抑制，AMPK抑制剂compound C使AMPK/Akt/eNOS信号通路下调，表明SAL的促增殖、迁移和促血管生成作用与AMPK活化有关，SAL通过AMPK介导的Akt/eNOS途径增加eNOS的活化，改善EPC的生物活性，进一步阐述了SAL对EPCs的保护效应。

本课题通过高脂饮食诱导ApoE-/-小鼠建立As模型，发现SAL干预除能延缓As进展，改善内皮功能，还能上调功能受损的As小鼠模型EPCs，增强其增殖、迁移以及血管生成能力，SAL拮抗EPCs生物活性下降的能力是通过AMPK/Akt/eNOS介导的，SAL对EPCs功能的调节是SAL在细胞水平上调节内皮功能、改善As的体现，为天然药物及单体的治疗作用提供了理论基础，也为As的防治提供新的见解。

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